sábado, 18 de octubre de 2014

ELISA


ELISA

Es una técnica de inmuno ensayo en la cual un antigeno inmovilizado se detecta mediante un anticuerpo enlazado a una enzima capaz de generar un producto detectable, como cambio de color o algún otro tipo; en ocasiones, con el fin de reducir los costos del ensayo, nos encontramos con que existe un anticuerpo primario que reconoce al antígeno y que a su vez es reconocido por un anticuerpo secundario que lleva enlazado la enzima anteriormente mencionada. La aparición de colorantes permite medir indirectamente mediante espectrofotometría el antígeno en la muestra.
Se usa en muchos laboratorios para determinar si un anticuerpo particular está presente en la muestra de sangre de un paciente. Aunque el procedimiento es rutinario y sencillo, involucra a un gran número de variables, tales como selección de reactivo, temperatura, medición de volumen y tiempo, que si no se ajustan correctamente, puede afectar los pasos sucesivos y el resultado de la prueba.

La interacción antígeno-anticuerpo en el laboratorio puede ser utilizada para determinar si un paciente tiene una infección o una enfermedad auto inmune. Pero como prueba diagnóstica, posee diversas limitaciones que conviene conocer:
  • En primer lugar, un resultado positivo que confirma la presencia de anticuerpos no significa necesariamente que el paciente esté enfermo. El cuerpo de una persona que ha estado enferma y que ya se ha recuperado puede seguir produciendo anticuerpos. Esto originaría un falso positivo.
  • En segundo lugar, hay personas que producen una baja cantidad de anticuerpos, por lo que estos pueden pasar desapercibidos y no ser medidos, dando lugar a un falso negativo. Sería el caso, por ejemplo, de personas que padezcan una inmunodeficiencia, o que se encuentren en el periodo ventana de la infección en el momento de realizar la prueba, o que estén infectadas por una cepa extraña.
  • En tercer lugar, pueden aparecer falsos positivos cuando se da inespecificidad entre antígeno


LAS DIFERENTES FASE DE ELISA

  1. Conjugación del anticuerpo o del antígeno con una enzima: peroxidasa, fosfatasa alcalina. El anticuerpo conjugado a la enzima se emplea en los ensayos directos e indirectos, sandwich, etc. El antígeno marcado se emplea en ensayos de competición de antígeno. Dicha unión anticuerpo-enzima o antígeno-enzima ha de producirse durante un determinado período de tiempo en aras de producir una solución coloreada y que pueda ser valorada visualmente o cuantificada por medio de un espectrofotómetro (normalmente a una longitud de onda de 414 nm). Si no transcurre el tiempo adecuado para que se dé la reacción, no se evidenciará ningún color, interpretándose este resultado como un falso negativo y disminuyendo la sensibilidad de la técnica.
  2. Unión del antígeno (o del anticuerpo) a los pocillos: La unión de anticuerpos o antígenos se realiza con facilidad a la superficie de plásticos tratados que tienen gran afinidad por proteínas. Así, el procedimiento de recubrimiento de los pocillos debe realizarse cuidadosamente. Si se usa mucho antígeno, se pueden obtener falsos positivos. Por el contrario, si se usa poco antígeno, el exceso dará lugar a una reacción falsa negativa.
  3. Formación de una o más capas de inmunocomplejos: En el caso del antígeno unido a la placa, se puede detectar mediante un anticuerpo anti-antígeno marcado (ELISA directo) o empleando un anticuerpo primario anti-antígeno y un secundario anti-primario marcado (ELISA indirecto). Este segundo método permite la amplificación de la señal al poderse unir uno o más anticuerpos secundarios a cada anticuerpo primario. En el caso del anticuerpo unido a la placa, se incuba con una mezcla de antígeno y antígeno marcado. Se ensayan diferentes relaciones de antígeno frio frente a una cantidad fija de antígeno marcado. Es el ensayo de competición del antígeno. En esta etapa es muy importante controlar los factores tiempo y temperatura de incubación para evitar la aparición de falsos negativos. En el caso del tiempo, si es inferior a 15 minutos, no ocurrirá la interacción antígeno-anticuerpo y el color no será evidente al final del ensayo, dando un falso negativo. Por su parte, si la temperatura de incubación es muy baja, la formación del complejo antígeno-anticuerpo tampoco se completará en el tiempo establecido, mientras que si es muy alta, las proteínas (antígeno y anticuerpo) se desnaturalizan y, por tanto, disminuyen su capacidad para interaccionar, dando igualmente falsos negativos.
  4. Revelado de la reacción enzimática:. Después de un lavado para eliminar todas las moléculas marcadas no fijadas en forma de inmunocomplejos, se añade el sustrato enzimático en solución. Se deja reaccionar y se lee la densidad óptica mediante espectrofotometría.



jueves, 16 de octubre de 2014

NEFELOMETRIA Y TURBIDIMETRIA

NEFELOMETRIA 

Es un procedimiento analítico que se basa en la dispersión de la radiación que atraviesan las partículas de materia. Cuando la luz atraviesa un medio transparente en el que existe una suspensión de partículas sólidas, se dispersa en todas direcciones y como consecuencia se observa turbia. La dispersión no supone la pérdida neta de potencia radiante, solo es afectada la dirección de la propagación, porque la intensidad de la radiación es la misma en cualquier ángulo. La intensidad depende de, el número de partículas suspendidas, su tamaño, su forma, los índices refractivos de la partícula y del medio dispersante y la longitud de onda de la radiación dispersada. La relación entre variables y es más factible un tratamiento teórico, pero debido a su complejidad raras veces se aplica a problemas analíticos específicos. El procedimiento generalmente es empírico y sólo se consideran 3 factores:
  •  La concentración: Mayor sea el número de partículas, mayor es la dispersión.
  •  Tamaño de la partícula: Factores como el pH, la velocidad y orden de la mezcla, concentración de los reactivos, duración del estado de reposo y la fuerza iónica.
  •  Longitud de onda: Generalmente las muestras se iluminan con luz blanca, pero si están coloreadas, se debe escoger una porción del espectro electromagnético en la que la absorción del medio se reduzca al mínimo.

En las muestras se agregan agentes tensoactivos como gelatina, para prevenir la coagulación del coloide. Sólo se obtienen datos confiables si se controlan escrupulosamente las variables que afectan el tamaño de partículas.

CARACTERISTICA DE NEFELOMETRIA Y TURBIDIMETRIA

Generalmente, nefelometría y turbidimetría se utilizan en el análisis de la calidad química del agua para determinar la claridad y para el control de los procesos de tratamiento.
Estos métodos pueden ser también apropiados para ensayos cuantitativos que usan complejos antígeno-anticuerpo o para medir la cantidad de proteínas en fluidos. Las medidas turbidimétricas y nefelométricas ocupan una posición destacada en los laboratorios clínicos. Se han aplicado para la determinación de inmunoglobulinas, proteínas del complemento, proteínas de fase aguda, proteínas de coagulación entre otras.

DIFERENCIA DE TURBIDIMETRIA

La elección entre uno de ambos métodos reside en la dispersión de luz, si es extensa, es apropiado aplicar la turbidimetría, en cambio si es mínima es apropiada la nefelometría. De la nefelometría se obtienen mejores resultados, porque determina concentraciones de pocas partes por millón ppm, con una precisión de 1 al 5%.
La nefelometría se basa en la medición de radiación dispersa, en cambio la turbidimetría en la medición de la intensidad de un haz disminuido.
El instrumento usado en la nefelometría, el nefelómetro se asemeja al fluorómetro. En cambio en turbidimetría se utiliza el turbidíemetro que es un fotómetro de filtro.


IMAGEN DE NEFELOMETRIA Y TURBIDIMETRIA





 NEFELOMETRIA Y TURBIDIMETRIA






miércoles, 15 de octubre de 2014

ELECTROFORESIS

ELECTROFORESIS 

Es una técnica para la separación de moléculas según la movilidad de estas en un campo eléctrico. La separación puede realizarse sobre la superficie hidratada de un soporte sólido, electroforesis en papel o en acetato de celulosa, o bien a través de una matriz porosa electroforesis en gel, o bien en disolución electroforesis libre. Dependiendo de la técnica que se use, la separación obedece en distinta medida a la carga eléctrica de las moléculas y a su masa.

La electroforesis se usa en una gran mayoría en la materia del ADN recombinante ya que nos permite saber la carga que poseen los polipéptidos, y separar los diferentes polipeptidos resultantes de las variaciones del experimento del ADN recombinante. La variante de uso más común para el análisis de mezclas de proteínas o de ácidos nucleicos utiliza como soporte un gel, habitualmente de agarosa o de poliacrilamida. Los ácidos nucleicos ya disponen de una carga eléctrica negativa, que los dirigirá al polo positivo, mientras que las proteínas se cargan al unirse con sustancias como el SDS detergente que incorpora cargas negativas de una manera dependiente de la masa molecular de la proteína. Al poner la mezcla de moléculas y aplicar un campo eléctrico, éstas se moverán y deberán ir pasando por la malla del gel una red tridimensional de fibras cruzadas, por lo que las pequeñas se moverán mejor, más rápidamente. Así, las más pequeñas avanzarán más y las más grandes quedarán cerca del lugar de partida.
La electroforesis es un método de laboratorio en el que se utiliza una corriente eléctrica controlada con la finalidad de separar biomoleculas según su tamaño y carga eléctrica a través de una matriz gelatinosa.



FUNDAMENTO DE ELECTROFORESIS

Cuando una mezcla de moléculas ionizadas y con carga neta son colocadas  en un campo eléctrico, estas experimentan una fuerza de atracción hacia el polo que posee carga opuesta, dejando transcurrir  cierto tiempo las moléculas cargadas positivamente se desplazaran hacia el cátodo (el polo negativo) y aquellas cargadas positivamente se desplazaran hacia el ánodo (el polo positivo. 

El movimiento de las moléculas esta gobernado también por dos fuerzas adicionales; inicialmente la fricción con el solvente dificultará  este movimiento originando una fuerza que se opone , por otro lado  las moléculas tienen que moverse en forma aleatoria o movimiento browniano debido a que poseen energía  cinética propia denominado  difusión.  La energía cinética de las moléculas aumenta con la temperatura, por ello a mayor temperatura mayor difusión. 
La suma de todas estas fuerzas provoca que las moléculas no migren de una manera homogénea, de tal manera que, si las moléculas son colocadas en un cierto lugar de solución, los iones comenzaran a moverse formando un frente cuya anchura aumentara con el tiempo. 
Para reducir la anchura de este frente podemos reducir el movimiento de las moléculas empleando un medio que oponga mas resistencia a dicho movimiento. Una forma común de hacer esto es formar un gel. El gel consiste de un polímero soluble de muy alto peso molecular que atrapa moléculas de agua y forma un tamiz  que dificulta el movimiento de los solutos, consecuentemente, la migración electroforética de las moléculas será mas lenta, pero el ensanchamiento del frente se vera reducido tambien.


   Métodos Electroforesis Zonales





        Son los más comunes, dada su alta aplicabilidad en diferentes campos. Son útiles para lograr la separación de mezclas complejas. Se aplican pequeñas cantidades de la disolución de proteínas a un soporte sólido, que se impregna con una solución tampón. Los  soportes son en general polímeros y forman un gel poroso que restringe el movimiento de las moléculas a través del medio durante la electroforesis y disminuyen los flujos  de convección del solvente. 
        Como soporte han sido utilizados papel (celulosa), almidón, poliacrilamida, agarosa y acetato de celulosa, entre otros.  Este método tiene gran poder resolutivo por que se aplica una cantidad pequeña de proteína a una zona estrecha, mientras que la  longitud del trayecto es mucho mayor  que la zona de aplicación. El equipamiento requerido es simple, fuente de poder,  cubeta vertical u horizontal donde se colocan el soporte y dos electrodos  Los más utilizados son:

   Electroforesis En Gel De Poliacrilamida

Los geles de poliacrilamida se forman por  polimerización de la acrilamida por acción de un agente entrecuzador, es químicamente inerte, de propiedades uniformes, capaz de ser preparado de forma rápida y reproducible. Forma, además, geles transparentes con estabilidad mecánica, insolubles en agua, relativamente no iónicos y que permiten buena visualización de las bandas durante un tiempo prolongado. Además tiene la ventaja de que variando la concentración de polímeros, se puede modificar de manera controlada en el tamaño del poro, lamentablemente cada vez se emplea menos        en diagnostico debido a su neurotoxocidad 













CROMATOGRAFIA

CROMATOGRAFIA

Es un método físico de separación para la caracterización de mezclas complejas, la cual tiene aplicación en todas las ramas de la ciencia. Es un conjunto de técnicas basadas en el principio de retención selectiva, cuyo objetivo es separar los distintos componentes de una mezcla, permitiendo identificar y determinar las cantidades de dichos componentes. Diferencias sutiles en el coeficiente de partición de los compuestos da como resultado una retención diferencial sobre la fase estacionaria y por tanto una separación efectiva en función de los tiempos de retención de cada componente de la mezcla.
tambien se puede decir que los componecte de una sustancia interantua entre sii hasta obtener la serapacion de estos mediante las fases.

La cromatografía  puede cumplir dos funciones básicas que no se excluyen mutuamente:
  • Separar los componentes de la mezcla, para obtenerlos más puros y que puedan ser usados posteriormente (etapa final de muchas síntesis
  • medir la proporcion de los componentes de la mezcla (finalidad analítica). En este caso, las cantidades de material empleadas son pequeñas.


 CLASIFICACION DE CROMATOGRAFIA

Cromatografía plana: La fase estacionaria se sitúa sobre una placa plana o sobre un papel. Las principales técnicas son:
Cromatografía en columna:La fase estacionaria se sitúa dentro de una columna. Según el fluido empleado como fase móvil se distinguen:





IMAGEN

    Espectrofotometria

    ESPECTROFOTOMETRIA

    ESPECTROFOTOMETRIA


    En ocasiones al ver una serie en la t.v. de las policíacas o de médicos donde se hacen análisis a pequeñas muestras para averiguar  si hay DNA y si este coincide con el de la “víctima” o con el “malo”, o  si cierta sustancia puede afectar a la salud, etc.  entonces uno ve que los investigadores  hacen una serie de estudios con las muestras, que en ocasiones son muy pequeñas,  y  dan resultados; en la vida real sucede algo similar; cuando se tiene en el laboratorio, en una solución.

    ESPECTROSCOPIA
    La espectroscopia es el estudio del espectro de la luz que emiten los cuerpos, sustancias y elementos.


    De este estudio se puede conocer la composición, temperatura, densidad, velocidad de desplazamiento y otros factores que les son propios y  componen a estos cuerpos, sustancias o elementos.


    QUE ES LONGITUD DE ONDAS ?

    • La distancia entre dos picos (o dos valles) de una onda se llama  longitud de onda
    • (λ = lambda).

    ABSORCIÓN


    La energía de excitación a una molécula proveniente de un fotón durante el proceso de absorción se representa.
    A + hn à A* à A + calor
    donde:
    A es el absorbente en su estado de energía bajo,
    A* es el absorbente en su nuevo estado de excitación energética
    hn representan a la constante de Planck y la frecuencia respectivamente 





    MATERIAL DE LABORATORIO


    El Laboratorio tiene que llevar ciertas características en cuanto su ubicación y la forma de las instalaciones, etc.
    El laboratorio debe de tener superficies lisas y resistentes a la corrosión y al calor, su pintura debe ser de colores claros, el Laboratorio debe estar construidos con materiales durables y la iluminación debe ser la adecuada.
    Todo Laboratorio debe de estar bien equipado, con los instrumentos y materiales de cristalería y todo lo necesario para que funcione como debe ser.
    Existe también técnicas adecuadas para la limpieza y conservación de los materiales de Laboratorio.
    También existen métodos para prestar ayuda para cuando exista algún accidente dentro del Laboratorio.

    TOMA DE MUESTRAS VENOSA Y CAPILAR



    SANGUÍNEA 

    Es el procedimiento que nos permite 

    acceder al torrente sanguíneo, para

     extraer una pequeña muestra de sangre que sera utilizada para

     diversas pruebas. 



    Podemos obtener muestras de 

    sangre venenosa y de sangre 

    arterial. 



    -SANGRE ARTERIAL:

    Útil medir el pO2, y el pH de plasma.


    SANGRE VENOSA:

    Las sustancias a analizar están 

    adecuadamente solubles y 

    dispersas. 


    PREPARACIONES DE LOS 

    MATERIALES:


    -GUANTES



    -MASCARILLAS


    -GAFAS PROTECTORAS


    -ALCOHOL AL 70%


    -CAMPO ESTÉRIL


    -ALGODÓN O TORUNDAS DE GASAS


    -GAFAS PROTECTORAS

    BIOSEGURIDAD

    BIOSEGURIDAD
    Es el procedimiento que nos garantiza el control de algunos factores de riesgos tales como los químicos, los físicos, orgánicos, ambientales etc. logrando la prevención de impactos nocivos frente a riesgos propios de su actividad diaria, asegurando que el desarrollo o resultado final de dichos procedimientos los cuales pueden atentar la salud del personal que trabaja o se encuentra en el laboratorio es esencialmente la prevención de condiciones que pueden ocasionar lesiones al personal o daños en las instalaciones, también podemos decir que la bioseguridad es desarrollada a partir de una necesidad de establecer ciertos alineamientos claros o comportamientos en el área donde se esté trabajando, donde se sigue un reglamento claro y conciso tales como, la prevención de incendios en el laboratorio, almacenamiento de algunos líquidos inflamables, riesgos eléctricos, de una infraestructura, de ciertos equipos individuales de protección. Dentro de la bioseguridad encontramos algunas reglas importantes para llevar acabo un laboratorio clínico.


    PROGRAMACIÓN SEMESTRE  2014  ANÁLISIS QUÍMICO

    • Bioseguridad: referente normativo, generalidades, exposición de riesgo biológico, físico y químico.


    • Materiales de laboratorio,  manejo y control de calidad: material volumétrico, medición, separación y temperatura.


    • Toma de muestra venosa capilar y arterial.

    Espectrofotometría: generalidades TOMA DE MUESTRA ( practica )


    • PRIMER PARCIAL TEÓRICO


    • PRIMER PARCIAL PRACTICO


    • Espectrofotometría: enzimática, enzimática U.V. y kilométrico.


    • Cromatografía, potenciómetro  y  electroforesis
    • Turbidimetria, nefelometría y  Elisa


    • SEGUNDO PARCIAL
    • SEGUNDO PARCIAL PRACTICO


    • Diluciones enteras y seriadas



    • Diluciones enteras y seriadas


    • Laboratorio de técnicas espectrofotométricas con integración de dilución.


    • SOCIALIZACION TRABAJOS DE NÚCLEO PROBLEMÁTICOEXAMEN PRACTICO



    Y ENTONCES NO SE SI SACRIFICAR EL TIEMPO EN CASA VALE  LA CARRERA EXITOSA QUE QUIERO Y AUN NO TENGO





    ANGÉLICA URECHE PINTO